El hiperadrenocorticismo o síndrome de Cushing es una patología asociada a un exceso de cortisol circulante. Se distinguen tres etiologías endógenas y una yatrogénica:

• ORIGEN HIPOFISARIO (80% de los casos). Hay una lesión en la hipófisis (adenoma o hiperplasia de la hipófisis); son tumores que secretan un exceso de ACTH, estimulando la secreción de cortisol de las cortezas adrenales y causando hiperplasia adrenal bilateral. Se pierde el feed-back de la secreción de ACTH por parte del cortisol.
• ORIGEN ADRENAL (10-20% de los casos). Son generalmente unilaterales (afectan una sola glándula adrenal, tumor adrenal), provocando un exceso de cortisol (independiente de la ACTH). Los niveles de cortisol alto provocan una retroinhibición con niveles muy bajos de ACTH, provocando la atrofia de la glándula contralateral (no afectada).
• ORIGEN ADRENAL E HIPOFISARIO (5% de los casos). Tienen una lesión hipofisaria y un tumor adrenal secretor de cortisol, siendo poco común (viéndose lesión en las 2 localizaciones).
• YATROGÉNICO. Administración excesiva y prolongada de corticoesteroides.

Signos clínicos

1. Muy frecuentes
2. Diferenciándose de la alopecia bilateral del hipotiroidismo, en el que la piel es más gruesa.

Interpretación de los análisis

Pruebas Generales

• Hemograma: Leucocitosis (30%) con linfopenia, neutrofilia, monocitosis y eosinofilia relativas (85%).
• Bioquímica sanguínea:
  • FAL aumenta de 4 a 20 veces por encima de la normalidad.
  • Aumento de ALT, GGT, triglicéridos, colesterol.
  • Aumento de glucosa.
  • Disminución de urea y creatinina debido a la hipostenuria.
• Urianálisis: La densidad en perros es < 1,006. También aparecen cetonuria y glucosuria.

Pruebas Específicas

Los resultados deben corresponderse siempre con un historial clínico, una exploración completa y un diagnóstico por imagen compatible.

Las pruebas pueden dar resultados erróneos en el caso que el animal esté sometido a un estrés, padezca otras enfermedades como diabetes mellitus o reciba medicación a base de anticonvulsivantes o corticoides (para estos últimos, hay que estar mínimo 30 días sin tratamiento antes de realizar cualquier prueba de función adrenal).

Los valores basales de cortisol tienen poca relevancia per se dado que la concentración varía a lo largo del día y por el estado de estrés del animal.

• Test de supresión con dexametasona a dosis baja (3 determinaciones de Cortisol) (sensibilidad: 85-97% / especificidad: 44-73%). Es la prueba más sensible para el diagnóstico.

Se determina los niveles de cortisol basal, 4 horas después de administración de dexametasona (0,01 mg/kg intravenoso) y a las 8 horas. En perros sanos, los niveles de cortisol bajarán (< 1,5 µg/dL); en perros con HAC, los niveles de cortisol siguen aumentados.

Este test también diferencia entre un HAC hipofisario y otro adrenal; en HAC hipofisario, la  mayoría de perros presentan un “patrón de escape” con un cortisol bajo a las 4 horas, seguido de uno alto a las 8 horas, así como aquellos con un valor a las 4 y 8 horas inferior al 50% del valor basal pero por encima de 1,5 µg/dl a las 8 horas.

• Ratio cortisol/creatinina:

El cortisol se excreta en orina y su eliminación aumenta en casos de HAC, pero es poco específico.

• Test de estimulación con ACTH (2 determinaciones de Cortisol) (sensibilidad: 50-80% / especificidad: 60-80%).

Se determina el cortisol basal y el cortisol post-ACTH a los 60-90 minutos de la administración de ACTH. Se debe administrar 0,125 mg/animal en animales menores de 5 kg y 0,25 mg/animal en mayores de 5 kg, intramuscular. Si se administra ACTH sintético, se administrará a una dosis de 0,02 ml/kg.

Un cortisol post-ACTH elevado después de la estimulación con ACTH, confirma el diagnóstico de síndrome de Cushing. Sin embargo, debe ser 3 veces más alto que el cortisol basal para ser compatible con Cushing.

Es una prueba que se utiliza preferentemente para monitorización de Cushing. Para el seguimiento del tratamiento, se mide el cortisol basal, se administra el trilostano, se esperan 4 horas, se pincha ACTH y se espera 60-90 minutos hasta la segunda extracción de sangre para la medición de cortisol post-ACTH.

La monitorización completa (examen físico, electrolitos, análisis y test con ACTH) debe hacerse a la semana, 1 mes, 3 meses y cada 6 meses.

Bibliografía

• BEHREND, E.N. (1998) Journal of Animal Veterinary Medical Association, vol. 12, nº 10, pg. 1564-1568.
• BONAGURA (1995) Kirk Current Veterinary Therapy XII (W.B.Saunders Comp.) pg 335-339; 416-424.
• BRUNER, J.M. (1998) Journal of Animal Veterinary Medical Association, vol. 12, nº 10, pg.1569-1571.
• BRUYETTE, D.S. (1997) Veterinary Medicine, vol. 92, nº8, pg 711-727.
• BUSH, B.M. (1991) Interpretation of Laboratory Results for Small Animal Clinicians. (Blakwell Scientific Publications) pg 391,401-405.
• DRAZNER, F.H. (1987) Small Animal Endocrinology. (Churchill Livingstone) pg. 247-259.
• DUNCAN, J.R. (1994) Veterinary Laboratory Medicine. Clinical Pathology. (Iowa Estate University) pg 198-202.
• DUNN, K. (1997) In Practice. Companion Animal Practice pg 246-255.
• FRANK, L.A. (1998) Journal of Animal Veterinary Medical Association, vol. 12, nº 10, pg. 1572-1575.
• GINEL, P.J. (1998) Veterinary Research Communications, vol. 22, nº 3,pg. 179-185.
• HENRY, C.J. (1996) Journal of Veterinary Internal Medicine, Vol 10, nº3. pg. 123-126.
• den HERTOG, E. (1999) Veterinary Record, vol. 144 (1) Jan 2, pg. 12-17.
• HESS, R.S. (1998) Journal of American Animal Hospital Association, vo,. 34, nº 3, pg 204-207.
• KIRK, R.W. (1989) Current Veterinary Therapy X (W.B.Saunders Comp.) pg 916-965.
• NELSON, R.W. ( 1992) Essentials of Small Animal Internal Medicine. (Mosby Year Book) pg 587-600.
• RANDOLPH, J.F. (1998) American Journal of Veterinary Research, Vol. 59, nº 3, pg. 258-261.
• SINGH, A.K. (1997) Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, Vol 9, nº3, pg 261-268.
• SMILEY, L.E. (1993) Journal of Veterinary Internal Medicine, Vol 7, pg. 163-168.
• SODIKOFF, C.H. (1996) Pruebas diagnósticas y de laboratorio en las enfermedades de pequeños animales. (Mosby) pg 26-31.
• TENNANT, B. (1994) Small Animal Formulary (BSAVA) pg 187.
• van VONDEREN, I.K. (1998) Journal of Veterinary Internal Medicine, Vol 12, pg. 431-435.
• NELSON, R.W., COUTO, C.G. (2020) Medicina interna de pequeños animales (6ª ed.) EDRA pg 857-877.

Hiperadrenocorticismo atípico (síndrome de Cushing atípico) canino

Uranovet - 11/01/2023

Se define como un síndrome en el que el perro parece tener hiperadrenocorticismo por la historia clínica, exploración y hallazgos laboratoriales, pero todas las pruebas de diagnóstico aparentemente están dentro de los valores de normalidad.

Las hipótesis para este HAC atípico u oculto en perros son:

• Fase de inicio del síndrome.
• Enfermedades con manifestaciones clínicas similares (por ejemplo alopecia X).
• Aumentos de hormonas precursoras adrenocorticales como la progesterona y 17-hidroxiprogesterona (que pueden simular los signos de HAC pero los niveles de cortisol aparecen inusualmente bajos.

Signos clínicos

1. Muy frecuentes
2. Diferenciándose de la alopecia bilateral del hipotiroidismo, en el que la piel es más gruesa.

Interpretación de los análisis

Pruebas Generales

• Hemograma: Leucocitosis (30%) con linfopenia, neutrofilia, monocitosis y eosinofilia relativas (85%).
• Bioquímica sanguínea:
  • FAL aumenta de 4 a 20 veces por encima de la normalidad.
  • Aumento de ALT, GGT, triglicéridos, colesterol.
  • Aumento de glucosa.
  • Disminución de urea y creatinina debido a la hipostenuria.
• Urianálisis: La densidad en perros es < 1,006. También aparecen cetonuria y glucosuria.

Pruebas Específicas

• Progesterona, 17-OH con test de estimulación con ACTH:

Se determina los niveles de 17-hidroxiprogesterona antes y después de la estimulación con ACTH, a los 60-90 minutos. Se debe administrar 0,125 mg/animal en animales menores de 5 kg y 0,25 mg/animal en mayores de 5 kg, intramuscular. . Si se administra ACTH sintético, se realizará a una dosis de 0,02 ml/kg.

Una progesterona 17-OH elevada después de la estimulación con ACTH, confirmará un hiperadrenocorticismo atípico.

Bibliografía

• BEHREND, E.N. (1998) Journal of Animal Veterinary Medical Association, vol. 12, nº 10, pg. 1564-1568.
• BONAGURA (1995) Kirk Current Veterinary Therapy XII (W.B.Saunders Comp.) pg 335-339; 416-424.
• BRUNER, J.M. (1998) Journal of Animal Veterinary Medical Association, vol. 12, nº 10, pg.1569-1571.
• BRUYETTE, D.S. (1997) Veterinary Medicine, vol. 92, nº8, pg 711-727.
• BUSH, B.M. (1991) Interpretation of Laboratory Results for Small Animal Clinicians. (Blakwell Scientific Publications) pg 391,401-405.
• DRAZNER, F.H. (1987) Small Animal Endocrinology. (Churchill Livingstone) pg. 247-259.
• DUNCAN, J.R. (1994) Veterinary Laboratory Medicine. Clinical Pathology. (Iowa Estate University) pg 198-202.
• DUNN, K. (1997) In Practice. Companion Animal Practice pg 246-255.
• FRANK, L.A. (1998) Journal of Animal Veterinary Medical Association, vol. 12, nº 10, pg. 1572-1575.
• GINEL, P.J. (1998) Veterinary Research Communications, vol. 22, nº 3,pg. 179-185.
• HENRY, C.J. (1996) Journal of Veterinary Internal Medicine, Vol 10, nº3. pg. 123-126.
• den HERTOG, E. (1999) Veterinary Record, vol. 144 (1) Jan 2, pg. 12-17.
• HESS, R.S. (1998) Journal of American Animal Hospital Association, Vol. 34, nº 3, pg 204-207.
• KIRK, R.W. (1989) Current Veterinary Therapy X (W.B.Saunders Comp.) pg 916-965.
• NELSON, R.W. (1992) Essentials of Small Animal Internal Medicine. (Mosby Year Book) pg 587-600.
• RANDOLPH, J.F. (1998) American Journal of Veterinary Research, Vol. 59, nº 3, pg. 258-261.
• SINGH, A.K. (1997) Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, Vol 9, nº3, pg 261-268.
• SMILEY, L.E. (1993) Journal of Veterinary Internal Medicine, Vol 7, pg. 163-168.
• SODIKOFF, C.H. (1996) Pruebas diagnósticas y de laboratorio en las enfermedades de pequeños animales. (Mosby) pg 26-31.
• TENNANT, B. (1994) Small Animal Formulary (BSAVA) pg 187.
• van VONDEREN, I.K. (1998) Journal of Veterinary Internal Medicine, Vol 12, pg. 431-435.
• NELSON, R.W., COUTO, C.G. (2020) Medicina interna de pequeños animales (6ª ed.) EDRA pg 878.